Codice insegnamento

4S008190

Crediti

12

Coordinatore

Antonella Furini

Lingua di erogazione

Italiano

Settore Scientifico Disciplinare (SSD)

AGR/07 - GENETICA AGRARIA

Moodle Seminari 0

L'insegnamento è organizzato come segue:

Obiettivi di apprendimento

L’obiettivo del corso è di fornire agli studenti le conoscenze sulle tecnologie del DNA ricombinante e le metodologie applicate alle analisi genetiche molecolari e genomiche. Con le lezioni frontali si fornirà una panoramica delle metodologie genetiche tradizionali e di quelle più innovative per l’analisi dei geni e della loro funzione. A complemento della parte teorica si applicheranno nell’ambito delle varie lezioni di laboratorio le più comuni metodologie di genetica molecolare usate in organismi procarioti ed eucarioti. Al termine del corso lo studente conoscerà le principali tecniche di estrazione, analisi e manipolazione degli acidi nucleici e, espressione di proteine in sistemi eterologhi, le tecniche di trasformazione genetica di organismi vegetali e animali, i metodi di studio dell’espressione genica e quelli per lo studio delle interazioni proteina-proteina. I concetti acquisiti consentiranno allo studente di comprendere le parti sperimentali dei lavori scientifici in ambito genetico molecolare, e di applicare le tecnologie molecolari di base agli esperimenti di laboratorio.

Prerequisiti e nozioni di base

Lo studente deve aver sostenuto l'esame di Biologia Molecolare.

Programma

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MM: teoria
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1) Il clonaggio: - Vettori plasmidici, marcatori di selezione e geni reporter (es: GFP); - Trasformazione di E. coli; - Selezione dei ricombinanti; - Metodi di clonaggio: (i) Vettori basati sull’utilizzo degli enzimi di restrizione; (ii) PCR e Clonaggio di un frammento di PCR tramite T/A cloning: Vettori pGEM; (iii) Clonaggio mediato da DNA topoisomerasi, il TOPO Cloning; (iv) Clonaggio per ricombinazione: i sistemi Gateway e Golden Gate Assembly 2) La trasformazione genetica in sistemi vegetali (pianta e protoplasti) e sistemi animali (Prof.ssa Furini). 3) Batteriofago λ, Cosmidi, BAC, YAC, librerie genomiche e cenni a librerie di cDNA, la trasformazione di lievito; 4) Estrazione del DNA genomico, estrazione di DNA plasmidico e da fagi; 5) Analisi di DNA e genomi mediante ibridazione (Southern blotting) e PCR, marcatori molecolari; 6) Sequenziamento classico Sanger, sequenziamento NGS e sequenziamento di terza generazione; cenni al sequenziamento di genomi e alla genomica; 7) Tecniche di mutagenesi random e sito specifica; 8) Genome editing e CRISPR/Cas9; 9) Genetica diretta e genetica inversa per comprendere la funzione dei geni, silenziamento genico (Prof. ssa Bellin). 10) Estrazione di RNA e analisi dell’espressione genica tramite Northern blotting, RT-PCR e Real Time RT-PCR; 11) Analisi di espressione su larga scala, piattaforme trascrittomiche basate su microarray ed RNA-Seq; 12) Geni reporter e loro utilizzo per studi funzionali e di espressione genica; 13) Studio dell’interazione DNA-proteina nella regolazione dell’espressione genica: Immunoprecipitazione della cromatina (ChIP), Shift assay, saggio della luciferase (Prof.ssa Zenoni). 14) Targeting sub-cellulare per l’espressione di proteine ricombinanti in sistemi eterologhi (confronto sistemi procariotici ed eucariotici); 15) Descrizione degli strumenti per lo studio della localizzazione sub-cellulare di una proteina; 16) Elementi che influenzano la stabilità di una proteina e relativo studio; 17) Tecniche per la quantificazione di proteine presenti in soluzione (western blot, ELISA, saggi enzimatica (Prof. ssa Avesani).
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MM: laboratorio
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Durante la parte pratica del corso, agli studenti sarà proposto di implementare una strategia di subclonaggio di tipo TOPO-cloning, seguita dalla ricombinazione in vettore tipo Gateway. Il gene di interesse sarà amplificato tramite reazione di PCR e clonato in un vettore opportuno grazie all’attività della DNA isomerasi I. Dal costrutto ottenuto (entry vector), il gene di interesse sarà mobilitato tramite ricombinazione in due costrutti Gateway differenti (destination vectors), per l’espressione in lievito ed in pianta. Durante la procedura, i costrutti ricombinanti saranno amplificati tramite trasformazione di E. coli e successiva purificazione. I costrutti finali ottenuti saranno utilizzati per la trasformazione genetica di di piante di tabacco (Prof.ssa Furini) e lievito nelle successive esperienze.
Mutagenesi sito-specifica: pianificazione di mutagenesi sito specifica, disegno di primers per la mutagenesi, amplificazione e reazione di fosforilazione, ligazione e digestione con DpnI per l’arricchimento del plasmide mutagenizzato. Trasformazione di cellule competenti e recupero delle colonie trasformate. Screening dei plasmidi mutanti e verifica dell’espressione della proteina attiva o mutata (Prof. ssa Bellin).
Analisi di DNA genomici: Estrazione del DNA genomico. Valutazione dell’efficienza di estrazione e qualità del DNA estratto mediante analisi spettrofotometrica e caricamento in gel di agarosio. Analisi del DNA genomico per la verifica della presenza del transgere (Prof.ssa Furini).
Analisi di espressione del transgene mediante real-time RT-PCR: Estrazione dell’RNA dall’organismo transgenico e dal wild-type. Valutazione della qualità e quantità dell’RNA estratto, trattamento con DNAsi, retrotrascrizione e reazione real-time RT-PCR. Valutazione dei diversi livelli di espressione del transgene nel controllo e nell’organismo transgenico mediante calcolo del deltadeltaCt. Estrazione di cellule da tessuto e visualizzazione della proteina codificata da un gene reporter tramite microscopia ottica.
Estrazione proteine solubili totali da tessuto vegetale e da lievito e quantificazione del contenuto di proteine solubili totali. Valutazione del contenuto di proteina reporter (GFP) in sistemi vegetali e in lievito tramite test ELISA e tramite fluorimetria. (Prof. ssa Broccanello).

Modalità didattiche

Le lezioni saranno erogate esclusivamente in presenza senza alcun ricorso a modalità di didattica online.
Le lezioni non saranno erogate in altri modi se non limitatamente a studenti che, causa Covid, non possono accedere all'Ateneo, dietro presentazione della richiesta su apposito modulo. Per il suddetto caso la modalità di erogazione prevista per questo insegnamento è l'invio della registrazione della lezione. Per sostenere l'esame si richiede la frequenza di almeno il 50% delle lezioni di laboratorio.

Modalità di verifica dell'apprendimento

L’accertamento dell’apprendimento si effettua mediate prova scritta. La prova si compone di quesiti aperti e test a crocette sulla parte di teoria oltre ad esercizi relativi alla parte di laboratorio. L'esame relativo alle parti dell'insegnamento erogate nel primo semestre è propedeutico all'esame relativo alle parti erogate nel secondo semestre.

Criteri di valutazione

Completezza dei contenuti;
competenza nell'impiego del lessico specialistico;
voto in trentesimi.

Criteri di composizione del voto finale

Il voto finale sarà dato dalla media pesata in base ai CFU erogati da ciascun docente. Al punteggio finale contribuisce anche la valutazione delle relazioni di laboratorio.

Lingua dell'esame

italiano